細胞轉染，是指將外源DNA或者RNA片段導入細胞中，從而使細胞獲得新的表型的過程。常見的細胞轉染的方法，主要有物理介導（電穿孔法、顯微注射和基因槍法等）、化學介導（磷酸鈣法、脂質體介導法等）、生物介導（各種病毒介導的轉染等）三種方法。

評價轉染效果的好壞，主要看兩個方面：一是較高的轉染效率，二是較低的細胞毒性。由于電擊法和磷酸鈣法的實驗條件需要多次摸索優(yōu)化、難度較大，病毒法的成本較高，前期準備時間較長，所以現(xiàn)在很多普通細胞系，多采用脂質體法。

脂質體轉染是利用帶正電的陽離子脂質體，與核酸通過靜電作用，將DNA分子包裹入內，形成DNA脂復合物，同時也能被表面帶負電的細胞膜吸附，再通過融合或細胞內吞進入細胞。

由于這種轉染方法具有好的重現(xiàn)性和較高的轉染效率，不僅適用于貼壁細胞，對懸浮細胞也適用，所以目前使用的較多。不過需要通過預實驗來確定適當?shù)募毎臃N密度和轉染時間，選擇最佳的轉染條件。

脂質體轉染實驗步驟（以lip2000為例）

1、 細胞準備

將處于對數(shù)生長期的細胞進行消化，接種到相應的培養(yǎng)皿或者孔板中， 根據(jù)細胞的生長快慢，來確定細胞的接種密度，使細胞轉染前的密度達到50%~70%，密度不易過大。

2、細胞轉染

吸去細胞培養(yǎng)皿/培養(yǎng)孔板中的舊培養(yǎng)基，用預溫PBS或者無血清培養(yǎng)基清洗，去除殘留血清。更換無血清和雙抗的基礎培養(yǎng)基（6孔板2毫升/孔），放37度培養(yǎng)箱培養(yǎng)。同時準備轉染液，用滅菌后的EP管制備。以六孔板一個孔的量為例：

A液：用250μl Opti-MEM稀釋4μg質

B液：用250μl Opti-MEM稀釋10μl lipo2000。

分別將A液、B液輕輕混勻，室溫靜置5min，將B液全部加入至A液中，輕輕混勻，室溫靜置20min。

將轉染混合液均勻滴加到每個孔中輕輕混勻，放培養(yǎng)箱培養(yǎng)4 h-6 h后，去除質粒復合物，更換成完全培養(yǎng)基，繼續(xù)培養(yǎng)到24-48小時(不同的質粒和脂質體最佳搭配比例不同，轉染前，應該摸一個最佳配比。質粒：脂質體=1：1，1：1.5，1：2，1：2.5，1：3，1：3.5的梯度比例來檢測最佳轉染比例，一般質粒有帶熒光，可以通過觀察每組熒光強弱來判斷轉染效率)。以下為不同規(guī)格的培養(yǎng)板需要加DNA和lipo2000的量。

轉染操作小貼士

1：應使用優(yōu)質質粒。可以通過測量OD 值來確定DNA純度和濃度，OD值應介于1.7-1.9之間。脂質體轉染基于電荷吸引原理，如果DNA不純，如帶少量的鹽離子、蛋白、代謝物污染，都會顯著影響轉染復合物的有效形成及轉染的進行。

2：混合時需動作輕柔。轉染時，小心輕柔地將lipo2000加到培養(yǎng)基中并輕輕混勻，避免粗暴用力吹打，會導致脂質體失效。

3：根據(jù)實驗需求，提前計算好需用的總質粒量和lipo2000量，大體積地制備，可以減少誤差。

4：轉染中，使用的是無血清和雙抗的培養(yǎng)基。血清的存在會影響DNA-轉染復合物的形成，而抗生素在轉染試劑增加了細胞的通透性時，也會進入細胞從而間接導致細胞死亡，造成轉染效率低。

5：轉染后6h更換含血清的培養(yǎng)基，因為lipo2000具有一定毒性。

脂質體轉染也存在一定的弊端，目前已有文獻研究表明，脂質體可能會抑制ATP酶活性，從而影響細胞的生理活動。盡管如此，目前學界暫時沒有其它更高效轉染方法。

3、觀察轉染的效果

在轉染后24 h，選擇合適的熒光激發(fā)光，用熒光顯微鏡觀察實驗結果，并記錄熒光蛋白表達情況，如下圖所示，說明轉染成功，且轉染效率理想；如果不帶熒光，可以用GFP來對照，放在一個單獨的孔中，或是與目標質粒共轉染，同時用Q-PCR、 WB、FCM來檢測。

轉染后，如果發(fā)現(xiàn)轉染效率不高，可以參考以下幾點：

1、復轉染，即轉染后12 h-24 h再次進行轉染。前提是該細胞對脂質體的耐受性較好，轉染后細胞死亡數(shù)較少。

2、通過藥篩來殺死未轉染成功的細胞。前提是該質粒帶有抗生素抗性的基因。

3、一般的瞬時轉染，隨著傳代的次數(shù)增多，轉染效率會隨著減低。

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